Conservazione e stabilità del NAD+ in laboratorio
Il NAD+ si degrada più velocemente di quanto la maggior parte dei ricercatori si aspetti. Questa guida tratta la chimica reale — idrolisi, sensibilità al pH, labilità termica — e le condizioni esatte che un laboratorio dovrebbe mantenere per un materiale di riferimento di NAD+ liofilizzato.
Il NAD+ liofilizzato (forma ossidata, CAS 53-84-9) dovrebbe essere conservato a −20 °C in un flaconcino sigillato ed essiccato al riparo dalla luce. Il legame N-glicosidico tra nicotinammide e ribosio è labile in base: le soluzioni si degradano in modo misurabile sopra pH 7 e rapidamente sopra pH 8. La temperatura raddoppia la velocità di idrolisi per ogni aumento di 10 °C. Una volta ricostituito, mantenere sul ghiaccio, usare entro la sessione di lavoro, e non ricongelare mai un'aliquota scongelata più di una volta. Il NAD+ (ossidato) è labile in alcalinità; il NADH (ridotto) mostra il profilo inverso ed è labile in acidità — richiedono condizioni di pH diverse per essere stabili in soluzione.
Il NAD+ (nicotinammide adenina dinucleotide, CAS 53-84-9) è uno dei coenzimi più studiati in biochimica — e uno dei materiali di riferimento più frequentemente gestiti in modo scorretto sul banco di ricerca. La polvere bianca liofilizzata arriva in un flaconcino dall'aspetto perfettamente inerte; la chimica che emerge nel momento in cui si aggiunge acqua è tutt'altro che inerte. Questa guida esamina i meccanismi specifici di degradazione del NAD+ in soluzione, spiega l'asimmetria critica di pH tra le forme ossidata e ridotta, e traduce quella chimica in decisioni concrete di gestione per un laboratorio che lavora con il NAD+ esclusivamente come materiale di riferimento research-use-only. Nulla qui riguarda l'uso umano o veterinario.
Cos'è effettivamente il NAD+, strutturalmente — e dove si rompe
Il NAD+ (nicotinammide adenina dinucleotide, C21H27N7O14P2, PM 663,43) è un dinucleotide assemblato da due frazioni nucleotidiche — adenosina monofosfato e nicotinammide mononucleotide — unite da un ponte pirofosfato. La molecola presenta due siti funzionali chimicamente distinti che governano la sua stabilità in soluzione:
Il legame N-glicosidico tra l'anello nicotinammidico e il ribosio è il sito di degradazione dominante nella forma ossidata. In condizioni alcaline, lo ione idrossido attacca il carbonio anomerico, scindendo questo legame e liberando nicotinammide libera e adenosina difosforibosio (ADPR) — un prodotto chimicamente inerte, non attivo dal punto di vista redox. Questa via accelera di circa dieci volte per ogni unità di pH sopra il neutro.12
Il ponte pirofosfato che collega le due metà nucleotidiche è più resistente nelle normali condizioni di laboratorio ma suscettibile a fosfodiesterasi non specifiche e a incubazione prolungata ad alta temperatura. White (1984) ha studiato la stabilità idrolitica dei legami pirofosfato e N-glicosidico del NAD nell'ambito di un'indagine più ampia sulla stabilità delle biomolecole a temperature estreme, fornendo costanti di velocità che inquadrano cosa significhi “stabile” in condizioni definite.3
Nella forma ridotta (NADH), si apre un sito aggiuntivo: l'anello 1,4-diidropiridinico della frazione nicotinammidica. Questo anello è termodinamicamente attivato e suscettibile a decomposizione acido-catalizzata a pH inferiore a 6, ossidazione da parte dell'ossigeno disciolto e fotolisi UV a 340 nm. L'importante conseguenza pratica è che NAD+ e NADH non sono semplicemente forme intercambiabili della “stessa molecola” dal punto di vista della gestione — hanno profili di stabilità al pH opposti.
2 finestre di stabilità al pH opposte — NAD+ labile in alcalinità sopra pH 7; NADH labile in acidità sotto pH 6 — rendendo la scelta del tampone la singola variabile più determinante in un saggio NAD+/NADH.
La stabilità differenziale di NAD+ e NADH: un resoconto meccanicistico
L'asimmetria di pH tra NAD+ e NADH è documentata in studi di stabilità sistematici ed è il fondamento di ogni decisione pratica di gestione. Rover Júnior et al. (1998) hanno studiato la stabilità chimica di NADH/NAD+ e NADPH/NADP+ tramite monitoraggio spettrofotometrico UV-visibile attraverso intervalli di pH e condizioni di temperatura, stabilendo che composizione del tampone e pH sono i determinanti chimici dominanti della velocità di degradazione del cofattore.1 Wu et al. (1986) hanno specificamente quantificato la cinetica di degradazione del NADPH — l'analogo fosforilato — riportando dati di emivita attraverso intervalli di pH e temperatura e dimostrando che gli effetti della forza ionica (tamponi fosfato vs acetato) sono secondari rispetto ai fattori primari di pH e temperatura.2
Il quadro meccanicistico per ciascuna forma:
- NAD+ (ossidato, la forma fornita come polvere di ricerca): l'anello nicotinammidico è completamente aromatico ed elettron-carente, rendendo il legame glicosidico suscettibile all'attacco nucleofilo dell'idrossido. La degradazione sopra pH 7 è lenta a 4 °C ma diventa analiticamente significativa a temperatura ambiente. I prodotti (nicotinammide libera, ADPR) non sono attivi dal punto di vista redox e non possono sostituire il NAD+ intatto nei saggi enzimatici.
- NADH (ridotto, generato in situ durante i saggi enzimatici): l'anello diidropiridinico è ricco di elettroni e termodinamicamente meta-stabile. Si decompone in acido, viene facilmente ossidato a NAD+ dall'ossigeno disciolto, e viene fotolizzato a 340 nm — proprio la lunghezza d'onda usata per monitorare la formazione di NADH nei saggi cinetici. Yin et al. (2026) hanno dimostrato che il NADH nei tamponi di saggio delle reduttasi si degrada in modo misurabile entro pochi minuti a temperatura ambiente in condizioni standard, e che l'imidazolo (1–10 mM) ritarda significativamente questa decomposizione, principalmente attraverso un effetto di tamponamento del pH e stabilizzazione dell'anello.4
Il NAD+ è labile in alcalinità; il NADH è labile in acidità e labile all'ossigeno. Un tampone adatto a una forma degrada l'altra. Sapere quale forma è il substrato del saggio determina la corretta strategia di pH.
Temperatura: il moltiplicatore di velocità
In entrambi i profili di degradazione, la temperatura è la variabile principale. La relazione di Arrhenius governa l'idrolisi come governa quasi ogni reazione chimica: le costanti di velocità raddoppiano approssimativamente per ogni aumento di 10 °C nella temperatura. Le implicazioni pratiche sono nette:
- NAD+ a −20 °C vs. 4 °C: differenza di circa 10 volte nella velocità di degradazione.
- NAD+ a 4 °C vs. 22 °C (temperatura ambiente): un'altra differenza di circa 10 volte.
- Effetto cumulativo: una soluzione di NAD+ ricostituita lasciata sul banco a temperatura ambiente si degrada circa 100 volte più velocemente della stessa soluzione sul ghiaccio.
McDonough et al. (2025) hanno quantificato direttamente la labilità termica del NAD+, riportando che la “scarsa stabilità termica del cofattore NAD+” in soluzione acquosa è una limitazione pratica che guida soluzioni ingegneristiche per applicazioni biosintetiche industriali — documentando dati di emivita in funzione della temperatura che danno numeri concreti al quadro di Arrhenius.5 Taniguchi et al. (2019) hanno descritto “il problema dell'instabilità del NAD+ ad alte temperature” come l'ostacolo centrale per l'ingegneria metabolica in vitro a temperature elevate, fornendo ulteriore contesto quantitativo.6
Perché lo stato liofilizzato è così diverso dallo stato disciolto
La polvere liofilizzata non resiste alla degradazione perché è chimicamente più stabile della molecola disciolta. Resiste alla degradazione perché la liofilizzazione rimuove l'acqua — che è sia il reagente sia il mezzo per ogni via di idrolisi. Senza acqua, il legame N-glicosidico non può essere scisso; senza acqua come solvente, le reazioni ossidative termicamente guidate procedono a velocità trascurabili. Il solido amorfo secco è uno stato cineticamente arrestato, non uno stato termodinamicamente stabile.
Questo inquadramento è rilevante perché spiega immediatamente i due modi più comuni in cui i ricercatori degradano inavvertitamente il proprio stock di NAD+ prima ancora che qualsiasi esperimento inizi. Primo: aprire un flaconcino freddo in un laboratorio caldo e umido condensa l'umidità atmosferica sulla superficie fredda della polvere — il flaconcino sigillato è stato progettato per prevenire ciò, e portarlo a temperatura ambiente prima di aprirlo elimina il differenziale di temperatura che guida la condensazione. Secondo: un flaconcino risigillato in modo imperfetto, o conservato con un setto compromesso, si equilibra lentamente con l'umidità ambiente, introducendo l'acqua che la liofilizzazione aveva rimosso. La degradazione in entrambi i casi è chimicamente identica alla ricostituzione — solo incontrollata e invisibile.
Condizioni di conservazione — una tabella decisionale
| Variabile | Condizione raccomandata | Meccanismo — perché è rilevante | Rischio se violata |
|---|---|---|---|
| Temperatura (polvere) | −20 °C (routine); −80 °C (archivio a lungo termine) | Arrhenius: velocità di idrolisi ~2× per aumento di 10 °C; −20 °C dà una velocità ~100× più lenta rispetto alla temperatura ambiente5 | Idrolisi N-glicosidica accelerata; purezza al di sotto della specifica del COA |
| Temperatura (soluzione ricostituita) | Sul ghiaccio (0–4 °C); usare entro 4–8 h o congelare rapidamente | L'idrolisi acquosa procede a tutte le temperature; la refrigerazione fornisce ore di stabilità, non giorni1 | Perdita di NAD+ funzionale; linee di base del saggio erronee; deriva dell'ossidazione del NADH |
| pH (soluzione di NAD+) | 6,0–7,0 per lo stock; 6,5–7,5 per il tampone di saggio | L'idrolisi N-glicosidica base-catalizzata accelera ~10× per unità di pH sopra il neutro12 | Scissione glicosidica rapida; perdita di NAD+ attivo dal punto di vista redox; nicotinammide libera contamina la soluzione |
| pH (soluzione di NADH) | 7,0–8,0; evitare <6 | L'anello diidropiridinico è labile in acidità; viene inoltre ossidato dall'O₂ a tutti i pH4 | Decomposizione dell'anello acido-catalizzata; segnale di NADH falsamente basso; sovrastima dell'attività enzimatica |
| Umidità (polvere) | Sigillata, essiccata; equilibrare a temperatura ambiente prima di aprire | La polvere igroscopica assorbe umidità dall'aria; la condensazione sulla polvere fredda reintroduce acqua | Riattivazione parziale dell'idrolisi acquosa nella polvere; formazione di grumi; perdita silenziosa di purezza |
| Luce / UV | Flaconcino ambrato o avvolto in foglio di alluminio; evitare UV diretti e luce artificiale intensa | NADH fotolizzato a 340 nm (cromoforo diidropiridinico); NAD+ più resistente ma non immune | Perdita di NADH nelle soluzioni di saggio; interferenza alla lunghezza d'onda di rilevamento di 340 nm |
| Esposizione all'ossigeno | Minimizzare lo spazio di testa nei microtubi; usare entro la sessione di lavoro | Il NADH viene continuamente riossidato a NAD+ dall'O₂ disciolto; le soluzioni di NADH sul banco si esauriscono spontaneamente4 | Concentrazione di NADH sottostimata; rapporto NAD+/NADH inatteso; deriva del saggio delle reduttasi |
| Cicli di congelamento-scongelamento | Ripartire in aliquote prima del primo congelamento; ≤1 scongelamento per aliquota | Ogni ciclo rischia stress da cristalli di ghiaccio e transitori di pH al fronte di congelamento5 | Degradazione cumulativa; concentrazioni di NAD+ incoerenti lungo il corso temporale di un esperimento |
Condizioni di conservazione e gestione per il NAD+ liofilizzato di Condor Research (flaconcino da 1000 mg, ≥99% HPLC, testato da terzi in Cechia). Tutte le condizioni descrivono la preparazione di campioni di laboratorio solo per ricerca in-vitro — non per uso umano o veterinario. Consultare il COA specifico del lotto per i dati di specifica al rilascio.
Ricostituzione in pratica: passo dopo passo
Quanto segue descrive la preparazione di campioni di laboratorio per uso di ricerca. Non è un protocollo per alcuna applicazione a persone o animali.
- Rimuovere il flaconcino da −20 °C e lasciare che raggiunga la temperatura ambiente (sigillato). Questo passaggio non è opzionale: la polvere fredda in aria calda e umida condensa umidità che avvia l'idrolisi. L'equilibrazione completa richiede tipicamente 20–30 minuti.
- Preparare il tampone di ricostituzione prima di aprire il flaconcino. Per la maggior parte dei saggi enzimatici: 50 mM di fosfato di sodio o HEPES a pH 6,5–7,5, preparato con acqua ultrapura (≥18 MΩ·cm). Confermare il pH prima dell'uso. Evitare tamponi a pH >8 (idrolisi basica accelerata) e tamponi al carbonato. Tris-HCl a pH 7,0–7,5 è accettabile per la maggior parte delle applicazioni.
- Sciogliere la polvere rapidamente e trasferire sul ghiaccio. Aggiungere un piccolo volume di tampone direttamente nel flaconcino, mescolare delicatamente (capovolgendo o con pipetta), e porre immediatamente sul ghiaccio. Non agitare vigorosamente con vortex.
- Ripartire in aliquote prima del congelamento. Dividere lo stock in volumi per esperimento singolo in microtubi pre-raffreddati e protetti dalla luce. Etichettare con data e numero di lotto.
- Congelare rapidamente in azoto liquido e conservare a −20 °C o −80 °C. Il congelamento rapido minimizza il danno da cristalli di ghiaccio e i transitori di pH. Usare ogni aliquota una sola volta.
- Proteggere dalla luce in ogni fase. Lavorare con illuminazione attenuata; avvolgere i microtubi in foglio di alluminio quando non in uso attivo.
I principi generali di gestione dei materiali di ricerca liofilizzati — la logica della disciplina della catena del freddo, della protezione dall'umidità e della ripartizione in aliquote monouso — sono trattati nella guida correlata su come conservare e ricostituire un peptide liofilizzato. Le sensibilità al pH e all'ossidazione specifiche del NAD+ descritte qui non sono condivise dalla maggior parte dei materiali peptidici e richiedono le considerazioni aggiuntive di cui sopra.
Verifica dell'integrità della soluzione prima di un saggio
Un COA stabilisce cosa c'era nel flaconcino al momento della produzione. Non può certificare cosa c'è nella soluzione ricostituita sul vostro banco. La verifica pre-saggio elimina quell'incertezza.
Controllo spettrofotometrico: misurare l'A260 della soluzione stock e confrontarla con un riferimento appena preparato alla stessa concentrazione nominale. Il NAD+ intatto ha un caratteristico assorbimento dell'adenina a 259–260 nm; i prodotti di degradazione (nicotinammide libera, adenina libera) spostano e allargano questo profilo. Per gli stock di NADH, il rapporto A340/A260 dovrebbe corrispondere al valore atteso — l'assenza di A340 in una preparazione presunta ridotta significa che si è verificata una riossidazione. La piattaforma HILIC–MS/MS descritta da Røst et al. (2020) fornisce la quantificazione a più alta precisione dei nucleotidi piridinici nelle matrici biologiche, con protocolli di gestione del campione progettati per prevenire la degradazione del NAD+ durante l'estrazione — un utile riferimento per il controllo di qualità delle soluzioni stock di laboratorio.7
Controllo tramite ciclo enzimatico: la verifica funzionale standard utilizza un saggio ciclico — tipicamente la lattato deidrogenasi per il NAD+ o la glucosio-6-fosfato deidrogenasi per il NADP+ — e confronta la variazione di A340 osservata per unità di tempo con l'aspettativa stechiometrica dalla concentrazione gravimetrica. Gibon e Larher (1997) hanno descritto il protocollo ciclico di precipitazione con NaCl / solubilizzazione con etanolo che resta un metodo di riferimento per la quantificazione dei nucleotidi nicotinammidici in estratti vegetali e biochimici; la stessa logica funzionale si applica alla verifica delle soluzioni stock.8 Una discrepanza tra i valori del saggio spettrofotometrico ed enzimatico è l'indicatore più chiaro di degradazione — i prodotti di degradazione sono visibili agli UV ma inattivi nel saggio enzimatico.
Il contesto di ricerca: perché la qualità del materiale di NAD+ è rilevante
Il NAD+ viene consumato — non semplicemente utilizzato — dagli enzimi di segnalazione che lo rendono interessante da studiare. Le sirtuine scindono il legame glicosidico per rilasciare nicotinammide durante la deacilazione; gli enzimi PARP consumano NAD+ per sintetizzare poli(ADP-ribosio) in risposta al danno al DNA; il CD38 idrolizza il NAD+ ad ADP-ribosio ciclico o ADPR come secondi messaggeri.9 In ogni caso, il saggio dipende dal fatto che il NAD+ fornito sia completamente intatto. Uno stock parzialmente degradato non riduce semplicemente il segnale della frazione persa — introduce ADPR, nicotinammide libera o altri prodotti che possono essi stessi agire come inibitori o substrati enzimatici, producendo un risultato confuso anziché uno semplicemente ridotto in scala.
La rassegna di Covarrubias, Perrone, Grozio e Verdin (2021) su Nature Reviews Molecular Cell Biology fornisce il quadro attuale più autorevole per la biologia del NAD+ nel contesto dell'invecchiamento cellulare — riassumendo le vie biosintetiche, gli enzimi consumatori e i meccanismi che collegano il declino del NAD+ ai segni distintivi dell'invecchiamento che motivano gran parte dell'interesse di ricerca per il NAD+ come materiale di riferimento.9 La panoramica di Migaud, Ziegler e Baur (2024) su Nature Reviews Molecular Cell Biology aggiorna il panorama normativo e terapeutico.10 Entrambe le rassegne assumono, implicitamente, che il NAD+ fornito in qualsiasi saggio sia ciò che dichiara di essere — un'assunzione che dipende interamente dalle pratiche di gestione descritte sopra.
Tutti i materiali forniti da Condor Research sono Research Use Only (RUO). Nulla in questa guida costituisce indicazione per l'integrazione umana, la somministrazione clinica o l'uso veterinario. I meccanismi descritti sono tratti dalla letteratura di biochimica analitica e in-vitro. In uno studio, i ricercatori hanno riportato — o un saggio ha dimostrato — il modello descritto; ciò non stabilisce efficacia o sicurezza in alcun organismo.
Il NAD+ di Condor Research (prodotto 351) è caratterizzato a purezza ≥99% per HPLC, confermato da spettrometria di massa, e testato presso un laboratorio UE indipendente nella Repubblica Ceca. Il COA è disponibile sulla pagina prodotto NAD+. Questo composto è fornito esclusivamente come materiale di riferimento Research Use Only — non destinato all'uso umano o veterinario, né ad applicazione diagnostica o terapeutica. La chimica riassunta sopra è tratta dalla letteratura analitica e biochimica pubblicata e non costituisce un protocollo di dosaggio, un'indicazione clinica o una valutazione di sicurezza per alcun organismo.
Condor Research · Ufficio scientifico
Atrio Sciences s.r.o., IČO 57 669 651, Nitra (SK) · info@condorresearch.com
- Il NAD+ (forma ossidata) è labile in alcalinità: il legame N-glicosidico tra nicotinammide e ribosio si idrolizza sopra pH 7, producendo nicotinammide libera e ADP-ribosio.
- Il NADH (forma ridotta) mostra il profilo inverso — stabile in alcalinità lieve, labile in acidità sotto pH 6, e inoltre vulnerabile all'ossidazione da parte dell'ossigeno disciolto e alla fotolisi UV a 340 nm.
- La temperatura è la variabile di stabilità principale: la velocità di idrolisi raddoppia approssimativamente per ogni 10 °C (Arrhenius), rendendo la differenza tra conservazione a −20 °C e temperatura ambiente analiticamente decisiva.
- La polvere liofilizzata è molto più stabile della soluzione acquosa perché la liofilizzazione rimuove l'acqua — il reagente e il mezzo per tutte le vie di degradazione.
- Aprire un flaconcino freddo all'aria ambiente condensa umidità sulla polvere, riavviando silenziosamente la degradazione acquosa. Equilibrare il flaconcino sigillato a temperatura ambiente prima di aprirlo.
- Le soluzioni ricostituite dovrebbero essere preparate sul ghiaccio, protette dalla luce, e usate entro 4–8 h; ripartire in volumi monouso prima del primo congelamento.
- Un COA certifica la purezza al rilascio; non certifica il materiale dopo la ricostituzione. Verificare l'integrità della soluzione all'A₂₆₀ prima di saggi critici.
Per quanto tempo rimane stabile il NAD+ liofilizzato a −20 °C?
In condizioni appropriate — sigillato, essiccato, −20 °C, protetto dalla luce — ci si aspetta che il NAD+ liofilizzato rimanga entro specifica per almeno 12–24 mesi come materiale di riferimento di ricerca. La durata di conservazione esatta è specifica del lotto ed è indicata nel Certificato di Analisi fornito con ciascun flaconcino. Non estrapolare i dati di durata di conservazione da un lotto all'altro senza la documentazione COA attuale.
Posso conservare una soluzione di NAD+ ricostituita in frigorifero durante la notte?
La refrigerazione a breve termine a 4 °C in un tubo sigillato e protetto dalla luce a pH 7,0–7,5 per un massimo di 24 ore è riportata in protocolli enzimatici pubblicati ed è generalmente adeguata per applicazioni in cui la concentrazione assoluta di NAD+ non è una variabile critica. Dove è critica — studi di velocità cinetica, saggi di attività delle sirtuine con NAD+ come substrato limitante — la prassi raccomandata è congelare rapidamente aliquote monouso immediatamente dopo la preparazione e scongelare una sola volta. Una degradazione misurabile si verifica comunque in una finestra refrigerata di 24 ore a pH neutro.
Perché il NAD+ si degrada più velocemente in tampone alcalino rispetto a tampone neutro?
Il legame N-glicosidico che collega la nicotinammide al ribosio è suscettibile all'idrolisi base-catalizzata. Le concentrazioni di ioni idrossido (OH⁻) aumentano di dieci volte per unità di pH sopra il neutro (pH 7), attaccando il carbonio anomerico del legame nicotinammide-ribosio. Sopra pH 8, la velocità di scissione è abbastanza rapida da essere analiticamente significativa entro pochi minuti a temperatura ambiente. I prodotti — nicotinammide libera e ADPR — non sono attivi dal punto di vista redox e non possono sostituire il NAD+ intatto nei saggi enzimatici.
Quale solvente di ricostituzione è migliore per i saggi enzimatici del NAD+?
Il tampone fosfato (50 mM, pH 6,5–7,5) o HEPES (25–50 mM, pH 6,5–7,5) in acqua ultrapura è standard per la maggior parte dei saggi enzimatici NAD+-dipendenti. Tris-HCl a pH 7,0–7,5 è ampiamente utilizzato e accettabile. Evitare tamponi alcalini (pH > 8 accelera l'idrolisi glicosidica), tamponi al carbonato, e DMSO per gli stock di NAD+. Per applicazioni in cui il NADH deve essere mantenuto in uno stato ridotto stabile durante una lettura cinetica estesa a temperatura ambiente, si è dimostrato che l'aggiunta di imidazolo (1–10 mM) al tampone di saggio ritarda la decomposizione dell'anello diidropiridinico.
Come faccio a sapere se il mio NAD+ ricostituito si è degradato?
Spettrofotometricamente: confrontare l'A260 con una soluzione di riferimento appena preparata alla stessa concentrazione gravimetrica. I prodotti di degradazione spostano e allargano lo spettro UV. Enzimaticamente: eseguire un saggio accoppiato con LDH e confermare che l'aumento di A340 per micromole di NAD+ aggiunto corrisponda alla stechiometria teorica. Una discrepanza tra i valori spettrofotometrici ed enzimatici — dove la spettrofotometria indica la concentrazione piena ma il saggio enzimatico mostra attività ridotta — conferma la presenza di prodotti di degradazione spettrofotometricamente attivi ma enzimaticamente inerti.
Il flaconcino di NAD+ di Condor Research necessita di ricostituzione prima dell'uso?
Per saggi enzimatici in fase di soluzione, studi di legame, sistemi acellulari e quantificazione di metaboliti: sì, è richiesta la ricostituzione acquosa. Per l'uso come standard di riferimento secco nella calibrazione HPLC o MS: la polvere può essere pesata direttamente e disciolta gravimetricamente nel solvente analitico appropriato. Consultare il COA specifico del lotto per i dati di umidità residua, necessari per calcoli gravimetrici accurati.